در پژوهش حاضر پس از به دست آوردن غلظت مناسبی از اتیلن گلیکول در انجماد فولیکول ها و تخمک های ژرمینال وزیکلی، کشت آزمایشگاهی، بلوغ، لقاح و شکل گیری جنین های دوسلولی موردبررسی قرارگرفت. فولیکول های EPAF با ابعاد 130-100 میکرومتری پس از جداسازی مکانیکی از تخمدان موش های 14 روزه، بااستفاده از محلول EGFA40 به عنوان محلول انجمادی منجمد و با روش یک مرحله ای و بااستفاده از PBS حاوی ساکروز نیم مول ذوب شدند.فولیکول ها پس از شستشو با PBS به داخل قطرات 20 میکرولیتری DMEM Ham's F12 حاوی ترانسفرین، انسولین، rFSH منتقل شدند. نمونه ها هر دو روز یکبار کنترل می شدند.در روز دوازدهم کشت برای القاء اوولاسیون به قطرات فولیکول های hCG (Antrum Formation Follicles; AFF) AFF اضافه گردید. تخمک های اوولیت شده با اسپرم نر همان نژاد Inseminate شده و میزان GV، GVB، MII شکل گیری جنین های دوسلولی در هردوگروه فولیکول های منجمدشده، شیشه ای و غیرانجمادی ثبت و با هم مقایسه شدند. نتایج حاصل از پژوهش نشان داد 91.7% فولیکول های منجمدشده شیشه ای پس از ذوب، شکل طبیعی داشتند و بعد از 12 روز کشت، 49% از فولیکول های منجمد شیشه ای زنده ماندند و 47% آنها تا مرحله AFF پیش رفتند. درحالی که در گروه کنترل 66.1% تا مرحله AFF رسیدند. در میزان MII، GVB و جنین های دوسلول در هر دو گروه تفاوت معنی داری به دست نیامد. تخمک های GV از تخمدان موش های 6-4 هفته ای به روش مکانیکی جدا گردید و با استفاده از محلول EGFA40 منجمد شدند، ذوب با روش یک مرحله ای و با استفاده از PB1 حاوی ساکروز نیم مول انجام شد. تخمک ها پس از شستشو با PB1 به داخل قطرات 20 میکرولیتری DMEM-Ham s F12 حاوی ترانسفرین، انسولین، rFSH و hCG و FCS یا بدون آنها منتقل گردیدند. 24 ساعت بعد، تخمک های اوولیت شده با اسپرم نر همان نژاد Inseminate گردید و میزان GV و GVB و MII در شکل گیری جنین های دوسلولی در گروه های منجمد شده شیشه ای و غیر انجمادی ثبت و بایکدیگر مقایسه گردید. میزان تخمک های ژرمینال وزیکل منجمدشده شیشه ای در تمام گروه ها 88 تا 99% بود. تخمک های GV منجمدشده شیشه ای علاوه بر بلوغ در محیط کشت DMEM-Ham s F12 با مواد مختلف، جنین های دو سلولی نیز تشکیل دادند. نتایج پژوهش حاضر نشان داد که تخمک های GV منجمد شده شیشه ای و غیرانجمادی در محیط کشت حاوی ترانسفرین، انسولین، rFSH، hCG، FCS رشد می یابد. میزان بلوغ تخمک های ژرمینال وزیکل در مایع فولیکول خالص حرارت دیده و تازه انسانی خیلی پایین و بالاترین میزان بلوغ آزمایشگاهی در تخمک های تخمدانی تحریک شده با HMG است. بر اساس نتایج این پژوهش، می توان گفت تخمک نارس موش منجمدشده شیشه ای و غیرانجمادی (GV;EPAF) در شرایط کشت موجود در پژوهش حاضر، قابلیت ازسرگیری میوز و رسیدن به بلوغ هسته ای پس از رفع انجماد را دارند. علاوه بر این، تخمک های بالغ شده در تمام گروه ها علاوه بر باروری، جنین های دوسلولی نیز تشکیل می دهند. لیکن حصول شرایط آرمانی برای انجماد و بلوغ به تحقیقات بیشتری نیاز دارد.

در حال حاضر درطی تکنیک ICSI امبریولوژیست اسپرمی را که دارای مورفولوژی و تحرک طبیعی باشد انتخاب و به داخل سیتوپلاسم تخمک تزریق می نماید. با این وجود، نگرانی هایی برای تزریق اسپرم های دارای انوپلوئیدی و فرگمنتاسیون DNA به داخل تخمک درروش ICSI باقی می ماند و چنین به نظر می رسد که شکل ظاهری اسپرم به تنهایی یک پارامتر مناسب برای انتخاب اسپرم نرمال نیست و روش های دیگری برای انتخاب یک اسپرم نرمال بایستی بکارگرفته شود. از جمله می توان به روش Zeta اشاره نمود. در این روش اسپرم ها بر اساس بار الکتریکی شان انتخاب می گردند. از آنجا که میزان پروتامین در اسپرم بایستی به مقدار کافی باشد تا فرایند بسته بندی ماده ژنتیکی به درستی انجام گردد، و نیز برای اینکه اسپرم توانایی باروری تخمک را داشته باشد بایستی دارایDNA سالم ودست نخورده ای باشد، لذا هدف از این تحقیق آن است تا با مطالعه بر روی نمونه های گرفته شده از مرکز باروری و ناباروری، مقایسه ای از لحاظ میزان کارایی ما بین دو روش جداسازی اسپرم، گرادیان پیوراسپرم و روش Zeta از نظر سلامت DNA و کمبود پروتامین و مورفولوژی اسپرم های انتخاب شده در دو روش فوق به عمل آید. نتایج با استفاده از نرم افزار SPSS-11/5 و آزمونstudent t-test مورد بررسی قرار می گیرند.

در سال 1978 تولد لوئیز براون، انقلابی در جهت درمان زوج های نابارور و رساندن ایشان به فرزند ایجاد کرد. در حال حاضر برای بعضی از زوج های نابارور به دلیل عدم وجود سلول زایا، چاره ای به جز اهداء وجود ندارد و چون در فرآیند اهدا، فردی خارج از خانواده وارد سیستم درمان می شود بحث والد ژنتیکی و والد اجتماعی مطرح می گردد. برای قانونمند شدن و انجام هرچه بهتر روند اهداء نیاز به قانون گذاری و تدوین دستورالعمل های دقیق است تا در حد امکان از عوارض آتی آن جلوگیری به عمل آید. در ایران به جز اهدای جنین که دارای قانون کشوری و دستورالعمل وزارت بهداشت است سایر روش های اهداء فاقد قانون کشوری بوده و تنها بر اساس فتوای مراجع تقلید مجوز انجام دارد که به طور طبیعی در بین مراجع نیز اختلاف نظر وجود خواهد داشت. از آنجایی که عدم رعایت محرمانگی (ناشناسی) و عدم تنظیم قرارداد صحیح بین طرفین، موجب بسیاری از مسایل آزار دهنده و بعضا تهدید برای خانواده ها می شود، تحقیق حاضر طراحی گردید تا با استفاده از منابع حقوقی، فقهی و علمی ایرانی و خارجی امکان تدوین روال قانونی اهدای تخمک را جهت پژوهشکده رویان تنظیم نماید.

در سیستم عصبی مرکزی (CNS) مهره داران، انواع سلولی گوناگونی در پاسخ به سیگنال های القاکننده مترشحه از مراکز سازمان دهنده ایجاد می شوند. از جمله مراکز مهم سیگنال دهنده، صفحه فوقانی است که در ناحیه پشتی CNS در حال تکوین در طول محور قدامی خلفی آن قرار دارد. در حین تکوین لوله عصبی، پروتئین های متعلق به خانواده TGF-b، نظیر BMP ها و Activin ها و نیز خانواده Wnt هستند که از صفحه فوقانی ترشح می شوند. نقش این عوامل در تنظیم تکثیر، تمایز، مهاجرت و هدایت آکسونی نورون های رابط پشتی سیستم عصبی مرکزی تا حدودی شناخته شده است. بر این اساس ظاهرا تفاوت های کمی و کیفی در سیگنال دهی اعضای خانواده TGF-b در پیدایش تنوع نورونی در ناحیه پشتی لوله عصبی اش دخیل هستند. سوالی که در این مطالعه بدان پرداخته شد، این بود که آیا می توان از این دانسته های علم تکوین به منظور متعهد کردن سلول های بنیادی به سرنوشت نورون های رابط پشتی نخاع بهره برد یا خیر؟ به منظور تمایز سلول های بنیادی به این نورون ها ابتدا سلول های پیش ساز عصبی تولید شدند و سپس از عامل دمی کننده رتینوئیک اسید و نیز از عوامل ActivinA و BMP4 (در غلظت های  0 ng/mlو 10 Ng/ml) به عنوان دو عامل پشتی کننده متعلق به خانواده TGF-b استفاده شد. پنج گروه آزمایش شامل گروه کنترل، گروه تیمار شده با غلظت BMP4 1 ng/ml، گروه تیمار شده با BMP4 10ng/ml، گروه تیمار شده با ActivinA و نیز گروهی که با هر دو عامل BMP4 (10 ng/ml) و ActivinA تیمار شده بودند می شد. جهت بررسی انواع سلولی تولید شده سنجش های ایمونوسیتوشیمی و RT-PCR به کار گرفته شدند. نتایج حاصل نشان داد که این عوامل قادر به القای تمایز سلول های بنیادی جنینی موشی به نورون های مختلف رابط پشتی نخاع طی مسیری ظاهرا مشابه مسیر تکوین طبیعی این نورون ها در موجود زنده است. بررسی آماری نتایج ایمونوسیتوشیمی حاکی از افزایش معنی دار نورون های Lhx2 positive) di1) و Isl 1positive) di3) در گروه های BMP4 (10ng/ml) ،ActivinA و  BMP4+ Activinدر مقایسه با گروه کنترل بود (p<0.001، p<0.001، p<0.001 برای نورون های dI1 و p<0.003 ،p<0.001 ،p<0.001 برای نورون های dI3 به ترتیب). ضمنا تعداد نورون های (Lhx2 positive) dI1 در گروه BMP4 1ng/ml در مقایسه با گروه BMP4 1ng/ml افزایش قابل ملاحظه ای داشت (p<0.004). تعداد نورون های رابط (Isl1 positive) dI3 نیز در گروه ActivinA به صورت قابل ملاحظه ای بیشتر از گروه BMP4 1ng/ml بود (p<0.003). این نتایج تاییدی بر یافته های جنین شناسی دال بر نقش BMP4 و ActivinA در تکوین نورون های رابط dI1 و dI3 محسوب می شوند. لازم به ذکر است که به منظور تایید ماهیت این سلول ها و کاربرد نهایی آنها در درمان، انجام آزمایش های تکمیلی که به بررسی توانایی این نورون های تولید شده برای مستقر شدن در نخاع، رشد و ایجاد ارتباط با سایر نورون ها می پردازند، ضروری است.

در کشت مغز استخوان به منظورجداسازی سلول های بنیادی مزانشیمی، معمولا سلول های شناور در محیط کشت اولیه با تعویض محیط، دور ریخته می شود. هدف تحقیق حاضر کشت و تکثیراین سلول ها، بررسی ماهیت بنیادی مزانشیمی، مقایسه سرعت رشد و میزان تمایز به استخوان و غضروف آنها با سلول های چسبنده کشت اولیه و بالاخره بهینه سازی شرایط کشت برای رشد بهتر این سلول هاست. در مطالعه تجربی حاضر تعداد 10 سر موش صحرایی نژاد ویستار قربانی شد، مغز استخوان از استخوان درشت نی آنها تهیه ودر فلاسک های 75 سانتی متر مربعی کشت شد. چهار روز پس از آغاز کشت اولیه، محیط رویی جمع آوری و سلول های شناور آن، به موازات سلول های چسبنده تا پاساژ 3 کشت داده شد. در طول مدت کشت، دو گروه از لحاظ زمان دو برابر شدن جمعیت سلولی و میزان تمایز به استخوان و چربی با روش RT-PCR نیمه کمی مقایسه شدند. در پایان، برای دو گروه، بهترین تراکم سلولی و موثرترین غلظت سرم گاوی که بتواند حداکثر تکثیر را در پی داشته باشد، تعیین شد. سلول های جدا شده از لحاظ پتانسیل تمایز به سه رده استخوان، غضروف و چربی ارزیابی شدند. بر اساس نتایج حاصل سلول های محیط رویی، بطور متوسط هر14.86±1.98 ساعت دوبرابرشدند، در حالی که در کشت سلول های چسبنده، این میزان 19.01±2.09 ساعت بود (P<0.05). ژن های آلکالین فسفاتاز، استئوکلسین و استئوپونتین برای استخوان و آگریکان و کلاژن II برای غضروف در کشت سلول های شناور بطور معنی داری بیش از چسبنده بیان شد. یافته های ما نشان داد که شرایط بهینه برای تکثیر سلول های بنیادی مزانشیمی با محیط کشت حاوی 15% سرم و تراکم اولیه100 سلول در سانتی متر مربع فراهم می شود. سلول های جدا شده، به راحتی به سه رده اسکلتی متمایز شدند این قضیه در رنگ آمیزی اختصاصی و RT-PCR برای بیان ژن های ویژه سه رده کاملا مشهود بود. محیط رویی کشت اولیه مغز استخوان موش صحرایی حاوی سلول های بنیادی مزانشیمی با توان تکثیر بالاست.

درمان سرطان به صورت قابل توجهی باعث افزایش طول عمر بیماران می شود. بیشتر داروهای ضدسرطان مانند سیکلوفسفامید آسیب رسان هستند. سیکلوفسفامید در سلول های سوماتیک باعث جهش ژنتیکی و شکست کروموزومی می شود؛ همچنین نامنظم شدن قاعدگی و اختلال در باروری از علایم درمان با این دارو است. زنان جوانی که پس از شیمی درمانی قصد باردارشدن دارند می توانند از روش های باروری کمکی بهره جویند و لیکن می بایست به نحوی از سلامت جنین اطمینان حاصل شود. در این مطالعه دو گروه موش های ماده سوری نژاد 2-3, NMRI هفته ای و 7-6 هفته ای با سیکلوفسفامید (75mg/kg)به صورت صفاقی تیمار شدند. شش هفته پس از شیمی درمانی، باPMSG 7.5 IU و HCG 7.5 IU تحریک تخمک گذاری صورت گرفت و اووسیت ها در مجاورت اسپرم قرار داده شدند و به مدت سه روز انکوبه شدند. میزان لقاح آزمایشگاهی و تکوین جنین ها و ناهنجاری های عددی کروموزوم ها ارزیابی شد. در مطالعه حاضر دو روش برای آنالیز کروموزومی استفاده شد. روش اول کشت جنین های 8 سلولی در حضور کلسمید و روش دوم، القای میتوز از طریق الکتروفیوژن بود. به طور خلاصه، زیگوت موش بدون ناحیه شفاف برای القای میتوز با بلاستومر موشی (جنین حاصل از مادری که قبلا تیمار شده) در مرحله اینترفاز با جریان الکتریکی الحاق شد و کروموزوم ها بررسی شدند. سیکلوفسفامید در هر دو گروه آزمایشی میزان لقاح آزمایشگاهی را کاهش داد، این کاهش در گروه 7-6 هفته ای در مقایسه با گروه کنترل معنی دار بود (p<0.01). همچنین سیکلوفسفامید باعث کاهش معنی دار تکوین جنین ها در مرحله چهار سلولی به هشت سلولی از 48 ساعت به 72 ساعت در هر دو گروه آزمایشی شد (P<0.05). میزان آنیوپلوئیدی در هر دو گروه آزمایشی نسبت به گروه کنترل افزایش داشت. این افزایش در گروه 7-6 هفته ای در مقایسه با گروه کنترل چمشگیر بود (p<0.001). میزان موفقیت روش آنالیز کروموزومی با روش الکتروفیوژن %68.5 بود و با روش استفاده از کلسمید %30.1 بود.

روش های شیمی درمانی و رادیوتراپی رایج در درمان بیماری سرطان اغلب باعث از دست رفتن باروری و آسیب های جدی به بافت تخمدان می شود. یکی از راه حل های موجود انجماد بافت تخمدان و پیوند است. از بحث های موجود در این زمینه ایسکمی اولیه در بافت پیوندی و صدمه رسیدن به بافت پیوند شده است. در این مطالعه هدف یافتن مکانی بود که از نظر خونرسانی غنی بوده و دسترسی به تخمک ها در این مکان به منظور جمع آوری آنها برای انجام بلوغ آزمایشگاهی و لقاح آزمایشگاهی میسر باشد. فرض بر این بود که ماهیچه به عنوان بافتی که اهداف مورد نظر را تامین می کند می تواند مناسب باشد. بدین منظور در بخش اول کار مطالعات بافت شناسی به کمک رنگ آمیزی H&E و رنگ آمیزی TUNEL در تخمدان های پیوندی (n=19) در موش های بالغ انجام پذیرفت. و تخمدان های پیوند شده به دو صورت برش خورده و سالم در زمان های مختلف (1 هفته، 2 هفته، 3هفته) در شش گروه با گروه کنترل مقایسه گردید. در بخش دوم در موش های دو هفته ای ( (n=80تخمدان سمت چپ جدا و به ماهیچه سمت چپ سرینی سطحی در همان موش ها پیوند زده شد. موش ها به دو گروه تقسیم شدند. در یک گروه بدون تزریق هورمون، و در گروه دیگر با تزریق هورمون، دو هفته (14روز) بعد از جراحی، تخمک های حاصل از بافت تخمدان پیوندی و همچنین تخمک های حاصل از بافت تخمدان سمت مقابل در همان موش ها (تخمدان های غیر پیوندی) به دو گروه تخمک های برهنه و تخمک های احاطه شده در سلول های کومولوس تقسیم شده و به منظور بلوغ آزمایشگاهی به مدت 24 ساعت کشت شدند. در موش های 4 هفته ای (n=40)نیز بدون انجام هیچ تیماری بر آنها به عنوان گروه کنترل بلوغ، تخمک های برهنه و احاطه شده در کومولوس در دو گروه جداگانه کشت شدند. همچنین تخمک های بالغ شده در محیط In Vivo (با تزریق هورمون به موش های 4 هفته ای، (n=40) نیز به عنوان گروه کنترل لقاح در نظر گرفته شدند. بلوغ آزمایشگاهی به وسیله مقایسه میانگین درصد تخمک های باقی مانده در مرحله وزیکول زاینده، تخمک هایی که به مرحله متافاز دو رسیدند، تخمک هایی که شکسته شدن حباب زاینده در آنها صورت گرفت، و تخمک هایی که میوز را از سر گرفتند، دو به دو به روش T-testدر گروه های آزمایشی مقایسه گردید. همچنین میانگین درصد تخمک های لقاح یافته و جنین های 2 سلولی، 4 سلولی، 8 سلولی، مورولا و بلاستوسیست در همه گروه ها دو به دو به روش T-testبا یکدیگر مقایسه گردید در بخش اول مشخص شد که هر چند تعداد انواع فولیکول ها در تخمدان های پیوندی نسبت به گروه کنترل کاهش معنی داری دارد اما در این گروه های پیوندی تعداد قابل توجهی فولیکول بدوی و حتی فولیکول های آنترال باقی می مانند که می توانند برای IVM وIVF مناسب باشند. در بخش دوم، نتایج نشان داد که در گروه تخمک های برهنه حاصل از تخمدان پیوندی هورمون درمانی شده میانگین در صد تخمک های باقی مانده در مرحله GV نسبت به بقیه گروه ها افزایش معنی دار نشان می دهد. میانگین در صد تخمک های متافاز دو و میانگین در صد از سر گیری میوز در گروه تخمک های احاطه شده در کومولوس در تخمدان های پیوندی هورمون درمانی شده نسبت به بقیه گروه های پیوندی افزایش معنی دار نشان داد و نسبت به گروه کنترل تفاوت معنی داری نداشت. همچنین تکوین جنین در این گروه تا مرحله 8 سلولی پیش رفت. از این گروه با تزریق هورمون تخمک های بالغ (در مرحله متافاز دو) نیز به دست آمد که 2 عدد از آنها پس از لقاح تا مرحله بلاستوسیست پیش رفتند. بلوغ و تکوین در گروه های تخمک های احاطه شده در کومولوس نسبت به تخمک های برهنه نیز افزایش وجود داشت و این افزایش در برخی گروه ها معنی دار بود. در نتیجه از بافت تخمدان پیوند شده در ماهیچه می توان تخمک های سالم جدا نمود، این تخمک ها قابلیت لقاح داشته وحتی از تخمدان های پیوندی می توان جنین به دست آورد. علاوه بر این به کمک تزریق هورمون می توان از بافت تخمدان پیوندی تخمک های بالغ به دست آورد که پس از لقاح قابلیت تبدیل به یک جنین کامل را دارند. هرچند که در صد به دست آوردن جنین در این روش پایین است، اما می توان امیدوار بود که به کمک این روش بتوان از ناباروری بیماران نیازمند به شیمی درمانی و رادیوتراپی جلوگیری کرد.

سرم جنینی گاو در انسان، ایمونولوژیک بوده و به هنگام پیوند، خطر انتقال عفونت را با خود دارد. مطالعه حاضر به دنبال یافتن جانشینی مناسب به کشت سلول های بنیادی مزانشیمی با استفاده از سرم و پلاسمای تهیه شده از خون محیطی پرداخته است. برای این منظور سلول های مغز استخوان رت با استفاده از سرم تهیه شده از خون محیطی، پلاسمای مشتق از خون محیطی و سرم جنین گاو کشت شدند و طی سه پاساژ متوالی تکثیر گردید. در طول دوره کشت مورفولوژی توان زیستی و تکثیر سلول ها با استفاده از میکروسکوپ معکوس، تست MTT و کلون زایی، میزان دوبله شدن جمعیت سلولی و رسم منحنی رشد بررسی شد. هر آزمایش 10 بار تکرار شد و تفاوت ها با روش آماری T-test مقایسه گردید. سلول های کشت یافته در گروه سرم تهیه شده از خون محیطی در مقایسه با دو گروه دیگر مورفولوژی بهتری داشتند. نتایج تست MTT نشان داد که سلول ها از گروه PBDS در طول کشت بطور معنی داری جذب بیشتری را نسبت به سایر گروه ها نشان دادند (P<0.004). سلول های گروه 83.2±4.58) PBDS) نسبت به گروه 79.7±2.27) RPM) و گروه   (63.1±9.98) FCSتعداد بیشتری کلون تولید کردند. نتایج نشان داد که PDN های سلول های گروه PBDS تقریبا دو برابر سلول ها از دو گروه RPM و FCS بود و این تفاوت از نظر آماری معنی دار بود (P<0.04) در منحنی رشد در گروه PBDS برخلاف RPM و FCS در طول دوره رشد، طول و شیب فازهای نمودار در دو گروه مشابه بود ولی گروه FCS رشد بیشتری از خود نشان داد ولی در کل بین دو گروه RPM و FCS از نظر آماری در پاساژ سه، اختلاف معنی داری وجود نداشت. لذا می توان گفت که سرم تهیه شده از خون محیطی و پلاسما، جایگزین مناسبی برای سرم گاو محسوب می شوند. در بررسی ها سرم تهیه شده از خون محیطی بهتر از سرم گاوی ظاهر شد و پلاسما اگر چه از لحاظ پارامترهای تکثیر ضعیف تر از سرم گاوی عمل کرد، به هر حال جانشین سالمی محسوب می شود.

سلول های بنیادی (بن یاخته های) اپی تلیوم قرنیه، به مقدار فراوان در ناحیه لیمبوس یعنی حد فاصل بین قرنیه و ملتحمه قرار دارند. در واقع بن یاخته های لیمبال منبع اصلی ترمیم کل اپی تلیوم قرنیه در جراحات و حالات طبیعی هستند. مطالعه فنوتیپ سلول های مزبور نشان می دهد که بن یاخته های لیمبال، کراتین های خاص اپی تلیوم قرنیه یعنی کراتین 3 یا 12 را بیان نمی کنند. مطالعه چرخه سلولی بن یاخته های لیمبال نشان داده است که این سلول ها دارای پتانسیل رشد زیادتری در حالت کشت قطعه ای (explant) هستند و هرگاه با سلول های تغذیه کننده فیبروبلاستی 3 T3 کشت شوند، رشد بهتر می شود. هر گاه سلول های بنیادی لیمبالی به طور جزئی (partially) یا کلی (totally) تخریب شوند، سطح قرنیه با سلول های اپی تلیالی ملتحمه همراه با سلول های جامی (goblet) پوشانده می شود و استرومای قرنیه رگ دار می شود و با التهاب مزمن همراه می گردد. این علائم پاتولوژیکی فرآیند Conjunctivalisation را نشان می دهد و اساس تشخیص تعدادی از بیماری های قرنیه ای تحت عنوان نقصان (deficiency) بن یاخته های لیمبال است. پیوند اتولوگ یا آلوژنی بن یاخته های لیمبال برای بازیابی دید و تشکیل سطح طبیعی قرنیه موارد زیر ضروری است. قبلا از پرده آمینونی انسانی (AM) به عنوان یک پایه (substrate) همراه با پیوند بن یاخته های لیمبال برای درمان افراد با نقصان بن یاخته های لیمبال استفاده شده است. نکته جالب آن است که پیوند AM به تنهایی برای بازیابی سطح قرنیه در افرادی که دارای نقصان جزئی بن یاخته های لیمبال بوده اند کافی است. این موضوع پیشنهاد می کند که ممکن است AM به گسترش و تکثیر بن یاخته های لیمبال کمک نماید. اخیرا نیز مطالعات کلینیکال و تجربی نشان داده است که می توان بن یاخته های لیمبال را بر AM تکثیر داد و برای بازیابی دید افراد با نقصان بن یاخته لیمبال استفاده نمود. لذا در این مطالعه، کشت سلول های لیمبال انسانی با منشا از افراد مرده و یا غیره بر پرده آمینونی (AM) انسانی مورد نظر است تا بتوان آن ها را در محیط آزمایشگاهی تکثیر نمود. همچنین طی انجام طرح پرده آمنیونی انسانی تهیه، پردازش و منجمد می شود. نیز خصوصیات سلولی، ایمونوهیستوشیمی و فراساختاری سلول های حاصل مورد ارزیابی قرار می گیرد تا زمینه لازم برای پیوند افراد با نقصان بن یاخته های لیمبال در کشور فراهم شود.

سلول های بنیادی اسپرماتوگونی (SSCs) تنها گروه از سلول های بنیادی بالغ هستند که قابلیت انتقال اطلاعات ژنتیکی به نسل بعد را دارند و می توانند به طور مستمر سلول های جنسی تولید کنند. تاکنون لایه های غذا دهنده متفاوتی جهت حمایت از رشد و تکثیر این سلول ها در محیط آزمایشگاهی مورد استفاده قرار گرفته است اگر چه اثر سن سلول های غذا دهنده در این امر هنوز موضوعی قابل بحث است. این مطالعه به منظور مقایسه اثر هم کشتی سلول های سرتولی مشتق از موش بالغ و نابالغ با سلول های بنیادی اسپرماتوگونی صورت گرفته است.SSCs از بیضه موش 6 روزه جدا شده در محیط آزمایشگاهی در حضور فاکتور رشد GDNF به مدت 10 روز کشت شدند و سپس روی سلول های سرتولی مشتق از موش بالغ (8-6 هفته ای) و موش نابالغ (6 روزه) که با استفاده از پلیت های پوشیده با لکتین جدا شده بودند و همچنین روی سلول های STO، منتقل شدند. پس از 5 روز مساحت کلونی ها، تعداد آنها و تعداد سلول ها در هر کلونی محاسبه شد. از رنگ آمیزی ایمونوفلوئورسنت جهت بررسی کیفی بیان مارکرهای a6ـIntegrin، b1ـIntegrin،OCT_4 و، Cـkit استفاده شد. کلونی های SSCs در روز پنجم از سطح پلیت جدا شده و درصد بیان مارکرهای فوق به غیر از OCT_4 با استفاده از تست فلوسایتومتری اندازه گیری شد. بازده کلونی زایی سلول های منفرد اسپرماتوگونی با انتقال سلول ها به صورت منفرد، 10 روز پس از کشت اولیه روی لایه های غذا دهنده مختلف محاسبه شد و از تست پیوند جهت اطمینان از بنیادی بودن سلول ها استفاده شد همچنین تست RT_PCR به منظور بررسی بیان ژن های خاص سلول های زاینده در هر سه گروه انجام شد. رنگ آمیزی ایمونوفلوئورسنت نشان داد که کلونی ها متشکل از SSCs بودند. چنانکه آنها برای مارکرهای OCT_4، a6ـIntegrin، b1ـIntegrin مثبت و برای مارکر Cـkit منفی بودند. به علاوه این سلول های بنیادی دارای عملکرد بودند چنانچه 10 روز پس از کشت به مدل عقیم پیوند شده و توانستند به محل غشای پایه لوله های منی ساز مهاجرت کنند. نتایج نشان داد که 5 روز پس از انتقال کلونی ها روی لایه های غذا دهنده مساحت کلونی ها، تعداد آنها و تعداد سلول های موجود در هر کلونی به نحو معنی داری در گروه سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ بیشتر از دو گروه دیگر است، نتایج فلوسایتومتری نشان داد که تعداد سلول های a6ـIntegrin مثبت روی سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ به نحو معنی داری بیشتر از سلول های روی سلول های سرتولی مشتق از موش بالغ و سلول های روی STO بود. همچنین افزایش معنی داری در تعداد سلول های ـIntegrin b1 مثبت روی سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ نسبت به سلول های منتقل شده روی سلول های سرتولی مشتق از موش بالغ و سلول های روی STO دیده شد. در عین حال تفاوت معنی داری در بیان مارکر، Cـkit بین گروه ها دیده نشد. به علاوه درصد کلونی زایی یک سلول منفرد اسپرماتوگونی در روی لایه غذا دهنده سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ به نحو معنی داری نسبت به دو گروه دیگر بیشتر بود. به علاوه سلول های کشت شده روی لایه غذا دهنده سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ، 5 روز پس از کشت به مدل عقیم پیوند شده و توانستند به محل غشای پایه لوله های منی ساز مهاجرت کنند. بر اساس نتایج فوق تعداد SSCs روی لایه غذا دهنده سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ نسبت به دو گروه دیگر بیشتر بود، که ممکن است مربوط به تفاوت سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ و بالغ در ایجاد کنام مناسب برای SSCs باشد و یا با توجه به اینکه SSCs مشتق از بیضه موش نابالغ هستند، سلول های سرتولی مشتق از موش نابالغ شرایط کشت مناسب تری را نسبت به سلول های سرتولی مشتق از موش بالغ برای SSCs ـ مشتق از موش نابالغ فراهم می کنند.